Широкое распространение алкоголизма продолжает оставаться ключевой проблемой общественного здоровья. Во всем мире более двух миллионов смертей ежегодно связаны с потреблением этанола1. Попадая в организм, этиловый спирт воздействует на различные биологические системы, что является причиной многих расстройств здоровья, включая психические, поведенческие, неврологические нарушения, сердечно-сосудистые заболевания, злокачественные новообразования и др. [1].

Наиболее выраженное негативное влияние этанол оказывает на центральную нервную систему (ЦНС). Алкоголь воздействует на многие структуры, такие как гиппокамп, префронтальная кора, мозжечок и др., приводя к нарушениям в работе головного мозга, что проявляется в том числе алкогольной деменцией [2]. Этанол, легко проникая через гематоэнцефалический барьер ввиду своих амфифильных свойств, оказывает как стимулирующее, так и седативное воздействие на ЦНС. Этиловый спирт неспецифически взаимодействует со многими молекулами, участвующими в нейросинаптической передаче, такими как рецепторы, нейромедиаторы, ионные каналы. Этанол способен оказывать прямое и непрямое воздействие на дофаминовую, опиатную системы, ионотропные и метаботропные глутаматные рецепторы, ГАМК-, серотонин-, холинергическую нейротрансмиссию. Мультимодальность воздействия алкоголя на упомянутые системы является причиной разнообразия нарушений в ЦНС [3].

Считается, что одной из наиболее восприимчивых к этанолу областей мозга является гиппокамп, дисфункция которого приводит к нарушению когнитивных форм памяти, консолидации и извлечения воспоминаний, снижению способности к обучению [4]. Известно, что воздействие этанола на многочисленные молекулярные мишени в нейронах и синапсах гиппокампа, включая снижение высвобождения глутамата и потенцирование ионных токов, опосредованное ГАМКA-рецептором, оказывает тормозной эффект на активность нейронов [5]. Эти изменения, хоть и отчасти, определяют нарушение нейрогенеза в субгранулярном слое зубчатой извилины гиппокампа, которое выражается подавлением пролиферации нейрогенных стволовых клеток и увеличением гибели дифференцирующихся нейронов [6][7]. Хроническое потребление этанола вызывает изменения функционирования митохондрий в клетках головного мозга, увеличивая выработку активных форм кислорода (АФК) и азота за счет активности NADPH-оксидазы и индуцибельной изоформы NO-синтазы, ингибируя активность цепи переноса электронов и синтеза АТФ [8]. Кроме того, цитохром P-450 (CYP2E1), являющийся ключевым ферментом микросомального пути окисления этанола в мозге, способствует выработке АФК, что приводит к усилению перекисного окисления липидов (ПОЛ) [9]. При длительном употреблении алкоголя также отмечено повышение уровня интерлейкина 6, фактора некроза опухоли α (ФНО-α), что свидетельствует о развитии системного ответа и подтверждает провоспалительное действие этанола [3].

Таким образом, окислительный стресс, дисфункция митохондрий, нарушение функционирования нейромедиаторных систем, активация провоспалительных цитокинов обусловливают развитие нейродегенерации и нейровоспаления при хронической алкогольной интоксикации (ХАИ). При этом особую уязвимость демонстрирует гиппокамп, ответственный за функции памяти и обучения. В этой связи важным аспектом лечения алкогольной энцефалопатии является восстановление его структурно-функциональной целостности.

Результаты выполненных ранее авторами исследований продемонстрировали кардио- и эндотелиопротекторные эффекты у нового производного глутаминовой кислоты — глуфимета (диметиловый эфир гидрохлорида 3-фенилглутаминовой кислоты, соединение под шифром РГПУ-238) и нового производного ГАМК — мефаргина (двухкомпонентная композиция гидрохлорида метил-4-амино-3-фенилбутаноата (мефебута) и L-аргинина гидрохлорида в соотношении 1:1, соединение под шифром РГПУ-260) при ХАИ, а также их антиоксидантные, антиагрегантные, антигипоксические свойства при ХАИ и остром стрессорном воздействии [10][11].

Цель исследования — изучение патоморфологических изменений пирамидных нейронов различных зон гиппокампа крыс после хронической алкогольной интоксикации и коррекции новыми производными нейроактивных аминокислот — глуфиметом и мефаргином.

Исследование выполнено на 28 десятимесячных аутбредных крысах-самках породы Wistar массой 280–320 г. Животные были получены в филиале «Столбовая» Федерального государственного бюджетного учреждения науки «Научный центр биомедицинских технологий Федерального медико-биологического агентства», г. Чехов, Московская область.

Животных содержали в условиях вивария Научного центра инновационных лекарственных средств федерального государственного бюджетного образовательного учреждения высшего образования «Волгоградский государственный медицинский университет» Министерства здравоохранения Российской Федерации (ФГБОУ ВО ВолгГМУ Минздрава России) со свободным доступом к воде и пище, 12-часовым световым днем в соответствии с рекомендациями ГОСТ Р-33044–2014 «Принципы надлежащей лабораторной практики», «Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях» (1986 г.) и директивы 2010/63/EU Европейского парламента и Совета Европейского союза от 22.09.2010 по охране животных, используемых в научных целях.

Представленная работа является рандомизированным доклиническим экспериментальным исследованием. Блок-схема дизайна исследования представлена на рисунке 1.

Из 94 находившихся под наблюдением самок крыс были отобраны 28 согласно разработанным критериям включения. Отобранные животные были разделены на группы по 7 животных в каждой: I — интактные крысы, не подвергавшиеся моделированию хронической алкогольной интоксикации (ХАИ); II — контрольная группа алкоголизированных самок, которые после отмены алкоголя получали физиологический раствор (0,1 мл на 100 г веса); III — группа животных после ХАИ, которым вводили глуфимет в дозе 28,7 мг/кг; IV — самки, получавшие после ХАИ мефаргин в дозе 25 мг/кг.

Нормальность распределения величин возраста и массы крыс в исследуемых группах оценивали по критерию Шапиро — Уилка, по которому выявлено распределение, отличающееся от нормального. Отсутствие статистически значимых различий в распределении возраста и массы крыс подтверждали по критерию Краскела — Уоллиса (табл. 1).

Критерии включения

В исследование включены самки возрастом 10 месяцев на начало эксперимента с массой более 280 и менее 320 г без видимых признаков заболеваний.

Критерии невключения

Самки с массой тела менее 280 и более 320 г, а также с видимыми признаками заболеваний.

Критерии исключения

Наличие патологических изменений внутренних органов, обнаруженных после вскрытия животных.

Отобранных согласно критериям включения животных рандомно распределяли на 4 равные по численности группы (по 7 самок). Рандомизацию на группы осуществляли случайным образом методом конвертов. Каждому из отобранных животных присваивали один из четырех номеров, извлекаемых из непрозрачного конверта с 28 листами бумаги с номерами групп (группа № I, II, III или IV).

Информацией о распределении животных на группы располагал руководитель исследовательской группы И. Н. Тюренков. Оценка результатов и анализ полученных данных проводились коллективом авторов без введения дополнительных лиц.

Результатом исследования являлась оценка структурных изменений пирамидных нейронов CA1, CA2, CA3 зон гиппокампа. К качественным признакам хронического клеточного повреждения относили хроматолиз перикариона, кариолизис, пикнотические изменения (сморщивание цитоплазмы и гиперхромазию ядер), вакуолизацию и набухание клеток и их ядер, а также наличие участков гипоцеллюлярности нейропиля и признаки реактивного глиоза (набухание клеток и ядер астроцитов).

Количественную морфометрическую оценку абсолютной площади перикарионов и ядер нейронов, относительной площади перикарионов и нейропиля, ширины пирамидного слоя и процентной доли сморщенных нейронов с гиперхроматозом проводили по средним результатам, полученным в 10 случайно выбранных полях зрения.

После формирования экспериментальных групп у опытных животных моделировали хроническую алкогольную интоксикацию заменой на протяжении 24 недель питьевой воды на 10 % по объему раствор этанола (ЗАО «РФК», Россия), подслащенный сахарозой (50 г/л) [12]. Интактные самки (группа I) на протяжении указанного периода получали в аналогичном режиме дистиллированную воду. После прекращения алкоголизации крысам внутрибрюшинно вводили физиологический раствор (группа II), глуфимет в дозе 28,7 мг/кг (группа III) и мефаргин в дозе 25 мг/кг (группа IV). Указанные вещества животные получали ежедневно однократно на протяжении 14 дней. Глуфимет и мефаргин были синтезированы на кафедре органической химии федерального государственного бюджетного образовательного учреждения высшего образования «Российский государственный педагогический университет им. А. И. Герцена» Министерства просвещения Российской Федерации (ФГБОУ ВО «РГПУ им. А. И. Герцена»).

После декапитации животных гильотинным методом под хлоралгидратным наркозом (400 мг/кг) извлекали головной мозг и производили фронтальные разрезы согласно атласу мозга крысы в стереотаксических координатах [13]. После фиксации в 10 % забуференном нейтральном формалине в течение 24 часов и промывки в проточной воде полученные образцы дегидратировали в серии спиртов возрастающей концентрации, обрабатывали в ксилоле и заключали в гистомикс (BioVitrum, Россия). С использованием ротационного микротома (ThermoFisher HM340E, США) получали срезы толщиной 5,0 мкм, которые монтировали на предметные стекла (Thermo scientific, Polysine slides, США). Окрашивание производили по методу Ниссля толуидиновым синим (ООО «Labiko», Россия).

Оценку качественных признаков повреждения нейронов в пирамидном слое гиппокампа проводили путем микроскопического выявления следующих изменений: хроматолиз цитоплазмы, кариолизис, сморщивание перикарионов и ядер, гиперхромазия ядер, набухание клеток и ядер, а также по наличию участков гипоцеллюлярности.

Нейрон классифицировали как «сморщенный» по визуальным признакам при микроскопическом изучении перикариона: выраженное уменьшение размера клетки (более чем на 30 %) по сравнению с соответствующими нейронами в интактной группе; неправильная форма клетки и значительная неровность, фестончатось контура нейрона; гиперхромазия цитоплазмы и ядра.

Ядро нейрона считали гиперхромным, если интенсивность его окраски превышала таковую у неизмененных клеток той же области интактных животных. При гиперхроматозе визуально описываемое ядро было неправильной формы, уменьшено в размерах и демонстрировало более плотное, гомогенно-базофильное окрашивание.

Морфометрический анализ проводили по микрофотографиям срезов при увеличении объектива ×40 с помощью программного обеспечения MCview (LOMO-microsystems, Россия). Определяли средние значения абсолютной площади ядер нейронов (мкм²) и перикарионов (мкм²), относительной площади всех перикарионов (%) и нейропиля (%) в поле зрения, ширины гранулярного слоя (мкм) в 10 случайно выбранных полях зрения. Также вычисляли долю сморщенных нейронов и с гиперхроматозом.

При подсчете доли сморщенных нейронов учитывали все клетки, полностью находящиеся в поле зрения, а также нейроциты, пересекающие его верхнюю или левую границу. При расчете площади клеток отбирали только нейроны, полностью расположенные в поле зрения и имеющие четкие, непрерывные контуры, а также ядро и ядрышко.

Ширину пирамидного слоя измеряли по кратчайшему расстоянию между его внутренней и наружной границами. Измерения проводили в трех случайно выбранных точках для каждого из 10 полей зрения, после чего рассчитывали среднее значение для среза, а затем для животного.

Для минимизации субъективности и обеспечения репрезентативности использовали метод систематической выборки с произвольным стартом. После разделения под малым увеличением (×10) интересующей зоны на 10 последовательных, примерно равных сегментов в центре крайнего (первого) сегмента выбирали одно поле зрения для фотографирования и последующего морфометрического анализа, после чего объектив смещали на фиксированный шаг, больший по размеру исследуемой зоны для исключения попадания изучаемых объектов в два соседних поля.

На протяжении всего периода алкоголизации животных (24 недели) и лечения (2 недели) животных содержали под наблюдением в условиях вивария со свободным доступом к воде и пище при регулируемом световом режиме, температуре 20–24 °С и влажности воздуха 45–65 %. Из эксперимента животных выводили путем гильотинной декапитации под хлоралгидратным наркозом в дозе 400 мг/кг.

Принципы расчета размера выборки

Предварительный расчет выборки не производился.

Статистические методы

Статистическую обработку полученных результатов проводили с использованием стандартных методов вариационной статистики пакета программ «Statistica 12» (StatSoft, США). Нормальность распределения проверяли с помощью критерия Шапиро — Уилка. Для данных, распределение которых подчинялось нормальному закону, использовали среднее значение и стандартное отклонение (M ± SD). При парном сравнении результатов между интактными крысами и алкоголизированными животными без лечения применяли t-критерий Стьюдента после предварительной проверки однородности дисперсий, при множественном сравнении показателей между самками с ХАИ, получавшими физраствор и исследуемые вещества — критерий Ньюмена — Кейлса. Статистически значимыми считали различия при уровне р < 0,05.

При микроскопическом исследовании обнаружено, что в зоне CA1 гиппокампа интактных крыс пирамидный слой представлен плотно упакованными преимущественно округлыми клетками с расположенным в центре ядром, количество сморщенных нейронов минимально (рис. 2А). Хроническая алкогольная интоксикация приводила к резкому увеличению числа сморщенных нейронов с явлениями гиперхроматоза и хроматолиза перикариона, уменьшению их количества в пирамидном слое с наличием гипоцеллюлярных участков наряду с увеличением количества и размеров глиоцитов и их ядер (рис. 2Б). Вследствие этого при морфометрическом анализе обнаружено уменьшение средней площади перикарионов и ядер нейронов на 24,7 % (p < 0,05) и 20,1 % (p < 0,05) соответственно. При этом у алкоголизированных животных ширина пирамидного слоя была статистически значимо меньше (на 19,8 %, p < 0,05), а доля сморщенных нейронов с гиперхроматозом ядер выше на 55,6 % (p < 0,05). Стоит отметить и снижение относительной площади перикарионов на 19,1 % (p < 0,05) с увеличением таковой нейропиля на 12,1 % (p < 0,05) у самок после ХАИ по сравнению с интактными крысами (табл. 2).

У животных, которым после ХАИ вводили глуфимет, обнаружено улучшение цитоархитектоники пирамидного слоя поля СА1 гиппокампа по сравнению с самками после ХАИ без лечения: перикарионы преимущественно округлой, местами близкой к треугольной формы, несколько увеличены, отсутствуют участки клеточного опустошения (рис. 2В). Средняя площадь перикарионов и ядер нейронов были статистически значимо выше на 50,9 % (p < 0,05) и 50,2 % (p<0,05) соответственно относительно крыс контрольной группы с ХАИ. Ширина пирамидного слоя нейронов близка к таковой у интактных животных и выше на 20,9 % (p < 0,05) по сравнению с алкоголизированными самками без лечения. Процент сморщенных нейронов с гиперхромными ядрами был в 2 раза меньше (p < 0,05), а относительная площадь перикарионов на 27,3 % (p < 0,05) выше относительно аналогичных показателей животных группы II (табл. 2).

Производное ГАМК — мефаргин, которое вводили самкам после ХАИ, оказывало аналогичные эффекты, однако в несколько меньшей степени: ширина пирамидного слоя была выше на 10,9 % (p < 0,05), а доля сморщенных нейронов с гиперхроматозом ядер — на 12,8 % ниже и статистически значимо не отличалась от таковой крыс контрольной группы после ХАИ. Средняя площадь перикарионов и ядер нейронов были выше на 44,1 % (p < 0,05) и 47,0 % (p < 0,05) соответственно по сравнению с аналогичными параметрами самок группы II (рис. 2Г, табл. 2). Относительная площадь перикарионов в пирамидном слое гиппокампа зоны CA1 у самок, получавших мефаргин, была статистически значимо выше на 21,3 %, а средняя площадь нейропиля — на 9,8 % ниже относительно данного параметра крыс после ХАИ без лечения (p < 0,05).

Пирамидные нейроны в зоне CA2 гиппокампа крыс, подвергшихся хронической алкогольной интоксикации, претерпевали аналогичные с зоной СА1 изменения: более 36% клеток были в сморщенном состоянии с явлениями гиперхроматоза ядер, что почти в 3 раза выше по сравнению с интактными животными (p < 0,05) (рис. 3 А, Б). При микроскопическом исследовании выявлены полиморфные нейроны, расположенные на значительном удалении друг от друга, а сам пирамидный слой характеризовался участками «выпадения» клеток, ширина которого на 16 % меньше аналогичного показателя самок группы I (p < 0,05). Относительная площадь нейропиля была на 13 % выше такового интактных животных (p < 0,05) (рис. 3Б, табл. 3).

У крыс, получавших после ХАИ глуфимет, обнаружено улучшение цитоархитектоники пирамидного слоя нейронов, выражавшееся в более плотной их упаковке, а также статистически значимом увеличении ширины данного слоя на 12,5 % (p < 0,05) по сравнению с животными контрольной группы. Нейроны представлены клетками округлой формы с расположенными в центре ядрами. В незначительном количестве выявлялись клетки с кариоцитолизом и потерей ядрышек, а также сморщенные нейроны с гиперхроматозом ядер, количество которых было в 2 раза меньше по сравнению с крысами с ХАИ без лечения. Относительная площадь перикарионов была больше на 19,7 % (p < 0,05), а нейропиля — на 10,1 % меньше (p < 0,05) относительно самок группы II (рис. 3В, табл. 3). Также выявлено увеличение средней площади перикарионов и ядер нейронов на 27,6 и 47,4 % по сравнению с крысами после ХАИ без лечения.

Качественные и количественные характеристики пирамидных нейронов зоны СА2 гиппокампа крыс, получавших после ХАИ производное ГАМК — мефаргин, были несколько лучше относительно алкоголизированных крыс без лечения. Отмечалось увеличение средней площади перикарионов и ядер нейронов на 53,1 и 93,3 % по сравнению с самками контрольной группы «ХАИ + физраствор». При этом выявлено снижение доли сморщенных нейронов с ядерной гиперхромазией, а также статистически значимое увеличение относительной площади перикарионов на 21,5 % (p < 0,05) относительно животных с ХАИ контрольной группы (рис. 3Г, табл. 3).

В зоне СА3 гиппокампа интактных крыс при микроскопическом исследовании наблюдались нейроны овальной и местами близкой к треугольной формы, расположенные рядами, с умеренным количеством глиальных клеток, единичными нейроцитами с потерей ядрышек и гиперхроматозом (рис. 4А). Хроническая алкогольная интоксикация приводила к выраженным изменениям морфологии пирамидного слоя зоны СА3 гиппокампа. Резкое увеличение количества сморщенных нейронов с гиперхроматозом ядер (в 2 раза, p < 0,05) сочеталось с уменьшением площади их перикарионов на 14,1 % и ядер на 26,5 % (p < 0,05) относительно аналогичных показателей у интактных крыс. Не остались без изменения и относительные площади перикарионов и нейропиля: у животных с ХАИ первая была на 15,4 % (p < 0,05) меньше, а вторая на 13,5 % (p < 0,05) выше по сравнению с таковыми животных интактной группы (рис. 4Б, табл. 4).

У самок после ХАИ, подвергшихся коррекции глуфиметом, отмечалось значительное улучшение качественных и количественных показателей при микроскопии зоны СА3: средние площади перикарионов и ядер нейронов оказались выше на 15,5 % (p < 0,05) и 38,1 % (p < 0,05) соответственно по сравнению с таковыми у самок с ХАИ без лечения и не отличались от показателей интактной группы крыс. Количество сморщенных нейронов с гиперхроматозом у животных, которым вводили производное глутаминовой кислоты, было на 25,5 % меньше (p < 0,05) по сравнению с самками после ХАИ без лечения, а относительные площади перикарионов и нейропиля статистически значимо не отличались от таковых у животных контрольной группы, однако отмечалось улучшение данных показателей (рис. 4В, табл. 4).

В группе животных, получавших после ХАИ мефаргин, средние площади перикарионов и ядер нейронов были на 43,7 % (p < 0,05) и 76,1 % (p < 0,05) соответственно выше по сравнению с алкоголизированными крысами без лечения, причем данные показатели были больше таковых у интактных самок. Остальные исследуемые параметры статистически значимо не отличались от крыс контрольной группы с ХАИ (рис. 4Г, табл. 4).

Полученные нами данные свидетельствуют о негативном влиянии хронической алкогольной интоксикации в течение 24 недель на качественные и количественные характеристики нейронов полей СА1, СА2 и СА3 гиппокампа крыс, выражающиеся в уменьшении абсолютной и относительной площади перикарионов, снижении площади ядер нейронов, увеличении участков гипоцеллюлярности и количества полиморфных клеток, а также сморщенных нейронов с явлениями гиперхроматоза.

Исследуемые соединения — глуфимет (производное глутаминовой кислоты) и мефаргин (производное ГАМК) — способствовали восстановлению гистоцитоархитектоники пирамидного слоя всех исследуемых зон гиппокампа (СА1–СА3) после хронической алкогольной интоксикации.

В настоящей работе проанализировано влияние новых производных нейроактивных аминокислот — глуфимета и мефаргина на структуру пирамидного слоя гиппокампа крыс-самок после хронической алкогольной интоксикации. Однако представленное исследование имеет ряд ограничений. К таковым можно отнести малый объем выборки (по 7 животных в каждой группе). Кроме того, исследование проведено только на самках. Подобные эксперименты на крысах-самцах авторами не проводились. В представленной работе не исследовалось состояние других структур головного мозга, способных оказать влияние на состояние гиппокампа, а также не оценивалось функционирование нейромедиаторных систем.

Известно, что аддиктивное употребление этилового спирта вызывает серьезные психоневрологические нарушения. Одной из наиболее изученных областей мозга, участвующих в когнитивных функциях, является гиппокамп, который наряду с другими отделами подвержен воздействию этанола [2]. Полученные нами результаты подтверждают данные литературы. В СА1–СА3 полях гиппокампа при микроскопическом исследовании были обнаружены дистрофические и дегенеративные изменения нейронов, выражающиеся в наличии хроматолиза перикарионов, гиперхроматоза ядер, сморщивания клеток и их ядер, а также участками опустошения в исследуемых зонах.

Морфометрический анализ подтвердил наблюдаемые качественные изменения: атрофия ткани характеризовалась уменьшением абсолютной площади перикарионов и ядер нейронов, а также относительной общей площади перикарионов с увеличением доли нейропиля. Ввиду этого и ширина пирамидного слоя нейронов была снижена по сравнению с тем же слоем у интактных животных. Безусловно, подобные морфологические изменения в гиппокампе приводят к когнитивной дисфункции. Накопленные литературные данные подтверждают, что воздействие этанола вызывает когнитивные нарушения при выполнении задач, зависящих от гиппокампа [2][14][15]. Описанные негативные эффекты этанола могут быть связаны с нарушением механизмов клеточной и синаптической пластичности, приводящим к морфологическим изменениям нейронов и архитектуре дендритных шипиков, а также нейронной коммуникации и в итоге, гибели нейронов [2]. Алкоголь также может вызывать повреждения и через различные нейровоспалительные механизмы. Активация основной системы реакции организма на стресс, гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой, опосредует высвобождение кортикотропин-рилизинг-гормона, который усиливает нейровоспаление посредством активации NF-κB и стимулирует высвобождение ФНО-α, что приводит к апоптозу нейронов [16][17]. Алкоголь также может напрямую вызывать нейровоспаление посредством активации микроглии, которая способствует увеличению экспрессии провоспалительных цитокинов и гибели нейрональных клеток [17][18].

Кроме того, повышенная экспрессии CYP2E1 после хронического воздействия этанола индуцирует продукцию АФК и азота в мозговой ткани, приводя к перекисному окислению липидов, белков и повреждению митохондрий, что снижает синтез АТФ. Окислительный стресс также опосредуют провоспалительные цитокины NF-kB, ФНО-α, интерлейкин IL-1β, играя роль в индукции сигналов противовоспалительного и иммунного ответа, которые, по-видимому, лежат в основе нейрональной дегенерации и атрофии тканей [20]. Необходимо добавить, что этиловый спирт воздействует и на системы нейромедиаторов: повышает уровень глутамата посредством ингибирования рецептора N-метил-D-аспартата (NMDA) и его клеточного действия на глутаматергические нейроны, а также резко усиливает ГАМК-ергическую нейротрансмиссию [18][19]. Таким образом, этанол провоцирует развитие нейродегенерации и нейровоспаления в головном мозге, и в частности, в гиппокампе, а также приводит к нарушению функционирования нейромедиаторных систем.

У животных, получавших после ХАИ новое производное глутаминовой кислоты — глуфимет, отмечались менее выраженные морфологические изменения в пирамидном слое зон СА1–СА3 гиппокампа по сравнению с алкоголизированными животными без лечения. Так, размер перикарионов и ядер нейронов был приближен к таковым интактных крыс, а в зоне СА1 и СА2 — несколько выше, что, вероятно, связано с внутриклеточными дистрофическими процессами, однако количество клеток с выраженным гиперхроматозом ядер, хроматолизом перикарионов, сморщиванием ядер и цитоплазмы оказалось статистически значимо меньше относительно группы самок с ХАИ. Кроме того, относительная площадь перикарионов и толщина пирамидного слоя в зонах СА1–СА3 были выше таковых у животных группы II. Известно, что большинство нейронов гиппокампа являются глутаматергическими2 [20], и, как отмечалось выше, алкоголь нарушает работу этой нейромедиаторной системы. Можно предположить, что глуфимет, являясь производным глутамата, модулирует активность глутаматной нейротрансмиссии в гиппокампе, сохраняя его структуру и функционирование. Кроме того, в ранее проведенных исследованиях глуфимет показал себя как вещество, ингибирующее процессы перекисного окисления липидов и снижающее митохондриальную дисфункцию при ХАИ [11]. Перечисленные эффекты возможно объяснить наличием в молекуле глуфимета остатка глутаминовой кислоты, которая обладает множеством метаболических эффектов и антиоксидантным действием, участвуя в образовании трипептида глутатиона. Очевидно, что уменьшение повреждающего действия АФК на клетки, улучшение дыхания митохондрий, участие в метаболических внутриклеточных путях лежат в основе нейропротекторного эффекта глуфимета при ХАИ.

Менее выраженный нейропротекторный эффект наблюдался у животных, получавших мефаргин. Количество сморщенных нейронов с гиперхроматозом во всех полях статистически значимо не отличалось от крыс контрольной группы, площадь перикарионов и ядер нейронов была значительно выше, чем у интактных самок. Вероятно, это связано с тем, что хроническая алкоголизация нарушает работу митохондрий и ионных каналов, что может приводить к цитотоксическому отеку и дистрофии. Немаловажную роль в этом может играть и нейровоспаление, при котором активация микроглии и выброс провоспалительных цитокинов под действием этанола приводит к набуханию нейронов [21]. Тем не менее было отмечено улучшение гистоархитектоники пирамидного слоя зон СА1–СА3 гиппокампа и морфометрических параметров по сравнению с животными после ХАИ без введения исследуемых веществ. Остаток ГАМК, включенный в структуру мефаргина, вероятно, может опосредовать влияние на нейрохимический гомеостаз в нервной ткани, т. к. ГАМК-ергическая система широко представлена в гиппокампе. Однако избыточная активация торможения, возможно, и является причиной менее выраженного протекторного эффекта данного исследуемого соединения. Также необходимо отметить, что мефаргин, как и глуфимет, обладает антиоксидантным действием и улучшает митохондриальное дыхание, оказывая цитопротекторный эффект [10].

Хроническая алкогольная интоксикация приводит к выраженным морфологическим изменениям пирамидного слоя нейронов зон СА1–СА3 гиппокампа крыс. Уменьшение абсолютных площадей перикарионов и ядер нейронов, явления хроматолиза перикарионов и гиперхроматоза ядер пирамидных нейронов, а также появление участков гипоцеллюлярности в пирамидном слое гиппокампа обусловливают дистрофические и дегенеративные изменения в нем. Новое производное глутаминовой кислоты — глуфимет, которое вводили животным после длительной алкогольной интоксикации, — способствовало восстановлению цитоархитектоники пирамидного слоя зон СА1–СА3 гиппокампа. Полученные результаты совместно с данными ранее проведенных исследований могут послужить основой для разработки на основе глуфимета лекарственного препарата с нейропротекторной активностью для коррекции негативного воздействия алкоголя на ЦНС.

1. Global status report on alcohol and health and treatment of substance use disorders. Geneva: World Health Organization; 2024. Available: https://www.who.int/publications/i/item/9789240096745?ysclid=mmtakhp0mv207402221 2. Умрюхин А. Е. Нейромедиаторные гиппокампальные механизмы стрессорного поведения и реакций избегания. Вестник новых медицинских технологий. 2013;1:55.