Анодный блок в оценке изменения проводимости нерва у наркотизированной крысы: доклиническое нерандомизированное экспериментальное исследование

Введение. На данный момент не существует «золотого стандарта» для функциональной оценки степени регенерации нерва. Разные исследователи в своих работах используют различные методы прямой и непрямой оценки функциональности регенерируемого нерва, имеющие свои преимущества и недостатки. К преимуществам непрямых методов относится их малоинвазивность, а к преимуществам прямых — возможность регистрации сигнала непосредственно в нерве.

Цель исследования — выявить значимые параметры изменения нейрограммы седалищного нерва наркотизированной крысы при наложении анодного блока и оценить возможность использования нейрографии в качестве метода функциональной оценки регенерации нерва.

Методы. Серия экспериментов была выполнена на  10  наркотизированных  крысах. На обнаженный седалищный нерв накладывался анод постоянного тока проксимальнее и дистальнее регистрирующих электродов, общий катод в виде иглы вкалывался   в одну из передних конечностей. Игольчатые нихромовые электроды при помощи манипулятора вводились в нерв. Регистрировалась исходная нейрограмма и нейрограмма на фоне активации анода посредством замыкания цепи постоянного тока разного напряжения для блокирования афферентного сигнала, эфферентного сигнала и афферентного и эфферентного сигналов одновременно.

Результаты. При наложении анодного блока различного напряжения в отношении афферентного сигнала, эфферентного сигнала и афферентного и эфферентного сигналов одновременно во всех 10 экспериментах частотно-амплитудные характеристики нейрограммы достоверно изменялись по сравнению с исходной нейрограммой. Причем амплитуда нейрограммы при замыкании цепи значительно увеличивалась, а частота уменьшалась, но не так выраженно. Была выявлена зависимость изменения параметров амплитуды и частоты от величины напряжения. В большинстве случаев эта зависимость носила прямо пропорциональный характер в отношении амплитуды и обратно пропорциональный характер в отношении частоты.

Заключение. Учитывая характер динамики нейрограммы при воздействии анодного блока, наиболее значимым параметром ее изменения является амплитуда. Изменения волоконного состава нерва при его регенерации после повреждения вызывают изменения афферентного и эфферентного сигналов, что должно отобразиться на нейрограмме по сравнению с исходным состоянием. Таким образом, в качестве модели повреждения нерва можно использовать анодный блок, а в качестве метода функциональной оценки регенерации нерва — анализ динамики параметров нейрограммы.

1. Pedrini F.A., Boriani F., Bolognesi F., Fazio N., Marchetti C., Baldini N. Cell-Enhanced Acellular Nerve Allografts for Peripheral Nerve Reconstruction: A Systematic Review and a Meta-Analysis of the Literature. Neurosurgery. 2019; 85(5): 575–604. DOI: 10.1093/neuros/nyy374

2. Zhou L.N., Zhang J.W., Liu X.L., Zhou L.H. Co-Graft of Bone Marrow Stromal Cells and Schwann Cells Into Acellular Nerve Scaffold for Sciatic Nerve Regeneration in Rats. J. Oral. Maxillofac. Surg. 2015; 73(8): 1651–1660. DOI: 10.1016/j.joms.2015.02.013

3. Ronchi G., Morano M., Fregnan F., Pugliese P., Crosio A., Tos P., Geuna S., Haastert-Talini K., Gambarotta G. The Median Nerve Injury Model in Pre-clinical Research - A Critical Review on Benefits and Limitations. Front. Cell Neurosci. 2019; 13: 288. DOI: 10.3389/fncel.2019.00288

4. Zhang Y.R., Ka K., Zhang G.C., Zhang H., Shang Y., Zhao G.Q., Huang W.H. Repair of peripheral nerve defects with chemically extracted acellular nerve allografts loaded with neurotrophic factors-transfected bone marrow mesenchymal stem cells. Neural. Regen. Res. 2015; 10(9): 1498–1506. DOI: 10.4103/1673-5374.165523

5. Li Y.J., Zhao B.L., Lv H.Z., Qin Z.G., Luo M. Acellular allogeneic nerve grafting combined with bone marrow mesenchymal stem cell transplantation for the repair of long-segment sciatic nerve defects: biomechanics and validation of mathematical models. Neural. Regen. Res. 2016; 11(8): 1322–1326. DOI: 10.4103/1673-5374.189198

6. Kaizawa Y., Kakinoki R., Ikeguchi R., Ohta S., Noguchi T., Takeuchi H., Oda H., Yurie H., Matsuda S. A Nerve Conduit Containing a Vascular Bundle and Implanted With Bone Marrow Stromal Cells and Decellularized Allogenic Nerve Matrix. Cell Transplant. 2017; 26(2): 215–228. DOI: 10.3727/096368916X692951

7. Meder T., Prest T., Skillen C., Marchal L., Yupanqui V.T., Soletti L., Gardner P., Cheetham J., Brown B.N. Nerve-specific extracellular matrix hydrogel promotes functional regeneration following nerve gap injury. NPJ Regen. Med. 2021; 6(1): 69. DOI: 10.1038/s41536-021-00174-8

8. Karimi Khezri M., Turkkan A., Koc C., Salman B., Levent P., Cakir A., Kafa I.M., Cansev M., Bekar A. Uridine treatment improves nerve regeneration and functional recovery in a rat model of sciatic nerve injury. Turk. Neurosurg. 2021. DOI: 10.5137/1019-5149.JTN.36142-21.2

9. Wang Y., Li W.Y., Jia H., Zhai F.G., Qu W.R., Cheng Y.X., Liu Y.C., Deng L.X., Guo S.F., Jin Z.S. KLF7-transfected Schwann cell graft transplantation promotes sciatic nerve regeneration. Neuroscience. 2017; 340: 319–332. DOI: 10.1016/j.neuroscience.2016.10.069

10. Xiang F., Wei D., Yang Y., Chi H., Yang K., Sun Y. Tissue-engineered nerve graft with tetramethylpyrazine for repair of sciatic nerve defects in rats. Neurosci. Lett. 2017; 638: 114–120. DOI: 10.1016/j.neulet.2016.12.

11. Wang H., Wu J., Zhang X., Ding L., Zeng Q. Study of synergistic role of allogenic skin-derived precursor differentiated Schwann cells and heregulin-1β in nerve regeneration with an acellular nerve allograft. Neurochem. Int. 2016; 97: 146–153. DOI: 10.1016/j.neuint.2016.04.003

12. Nicolai E.N., Settell M.L., Knudsen B.E., McConico A.L., Gosink B.A., Trevathan J.K., Baumgart I.W., Ross E.K., Pelot N.A., Grill W.M., Gustafson K.J., Shoffstall A.J., Williams J.C., Ludwig K.A. Sources of off-target effects of vagus nerve stimulation using the helical clinical lead in domestic pigs. J. Neural. Eng. 2020; 17(4): 046017. DOI: 10.1088/1741-2552/ab9db8

13. Silveira C., Brunton E., Spendiff S., Nazarpour K. Influence of nerve cuff channel count and implantation site on the separability of afferent ENG. J. Neural. Eng. 2018; 15(4): 046004. DOI: 10.1088/1741-2552/aabca0

14. Werdin F., Grüssinger H., Jaminet P., Kraus A., Manoli T., Danker T., Guenther E., Haerlec M., Schaller H.E., Sinis N. An improved electrophysiological method to study peripheral nerve regeneration in rats. J. Neurosci. Methods. 2009; 182(1): 71–77. DOI: 10.1016/j.jneumeth.2009.05.017

15. Kent A.R., Grill W.M. Model-based analysis and design of nerve cuff electrodes for restoring bladder function by selective stimulation of the puden dal nerve. J. Neural. Eng. 2013; 10(3): 036010. DOI: 10.1088/1741-2560/10/3/036010

16. Chu J.U., Song K.I., Han S., Lee S.H., Kim J., Kang J.Y., Hwang D., Suh J.K., Choi K., Youn I. Improvement of signal-to-interference ratio and signal-to-noise ratio in nerve cuff electrode systems. Physiol. Meas. 2012; 33(6): 943–967. DOI: 10.1088/0967-3334/33/6/943

17. Sabetian P., Popovic M.R., Yoo P.B. Optimizing the design of bipolar nerve cuff electrodes for improved recording of peripheral nerve activity. J. Neural. Eng. 2017; 14(3): 036015. DOI: 10.1088/1741-2552/aa6407

18. Davis T.T., Day T.F., Bae H.W., Rasouli A. Femoral Neurogram Before Transpsoas Spinal Access at L4-5 Intervertebral Disk Space: A Proposed Screening Tool. J. Spinal. Disord. Tech. 2015; 28(7): E400– E404. DOI: 10.1097/BSD.0b013e31829cc16c

19. Koh R.G.L., Zariffa J., Jabban L., Yen S.C., Donaldson N, Metcalfe BW. Tutorial: a guide to techniques for analysing recordings from the peripheral nervous system. J. Neural. Eng. 2022; 19(4). DOI: 10.1088/1741-2552/ac7d74

20. van Neck J.W., de Kool B.S., Hekking-Weijma J., Walbeehm E.T., Visser G.H., Blok J.H. Histological validation of ultrasound-guided neurography in early nerve regeneration. Muscle. Nerve. 2009; 40(6): 967–975. DOI: 10.1002/mus.21405

21. Tan D.W., Schiefer M.A., Keith M.W., Anderson J.R., Tyler J., Tyler D.J. A neural interface provides long-term stable natural touch perception. Sci. Transl. Med. 2014; 6(257): 257ra138. DOI: 10.1126/scitranslmed.3008669

22. Horcholle-Bossavit G., Quenet B. Methods for frequency and correlation analyses of neurograms. MethodsX. 2021; 8: 101258. DOI: 10.1016/j.mex.2021.101258

23. Provitera V., Piscosquito G., Manganelli F., Mozzillo S., Caporaso G., Stancanelli A., Borreca I., Di Caprio G., Santoro L., Nolano M. A Model to Study Myelinated Fiber Degeneration and Regeneration in Human Skin. Ann. Neurol. 2020; 87(3): 456–465. DOI: 10.1002/ana.25662

24. Silverman H.A., Stiegler A., Tsaava T., Newman J., Steinberg B.E., Masi E.B., Robbiati S., Bouton C., Huerta P.T., Chavan S.S., Tracey K.J. Standardization of methods to record Vagus nerve activity in mice. Bioelectron. Med. 2018; 4: 3. DOI: 10.1186/s42234-018-0002-y

25. Ганцгорн Е.В., Хлопонин Д.П., Макляков Ю.С. Анализ выживаемости и частотно-пространственного распределения электроэнцефалографических показателей крыс при глобальной ишемии головного мозга. Кубанский научный медицинский вестник. 2017; 1(2): 43–49. DOI: 10.25207/1608-6228-2017-2-43-49